Токсикологические аспекты влияния сукцинамидов на метаболическую активность печени крыс

  • Авторы: И.А. Палагина
Скачать вложения:

И.А. Палагина, кандидат биол. наук

ГУ «Институт проблем эндокринной патологии им. В.Я. Данилевского НАМН Украины», г. Харьков, Украина

Резюме. Производные дикарбоновых кислот, которые обладают широким спектром биологической активности, служат основой для разработки оригинальных лекарственных средств метаболического типа действия. Их безопасность для здоровья определяется при токсикологической экспертизе.
Цель. Оценить влияние антидиабетического средства и двух его метаболитов, относящихся к сукцинамидам, на биохимические показатели состояния печени крыс в подостром эксперименте.
Материалы и методы. Сукцинамиды вводили крысам перорально 30-кратно. Биоматериалом служили сыворотка крови, гомогенат и митохондрии печени. Определяли маркерные энзимы цитолиза, энергетического метаболизма и антиоксидантной защиты (АОЗ), показатели обмена оксида азота (NO), перекисного окисления липидов (ПОЛ) и протеинов.
Результаты. Субхроническое воздействие антидиабетического средства — производного янтарной кислоты приводит к повышению активности энергетического обмена, замедлению NO-синтазного метаболизма NO и процессов ПОЛ в печени. При этом отмечаются признаки снижения резервно-адаптационных возможностей печени в виде некоторого ослабления АОЗ и увеличения интенсивности индуцированной окислительной модификации протеинов. Действие метаболитов данного соединения, относящихся к сукцинамидам, на показатели состояния печени проявляется по-разному. Эффекты одного из них по природе и направленности во многом совпадают с исходным соединением, а другого — противоположны.
Вывод. Сукцинамиды оказывают влияние на течение метаболических процессов в печени, вызывая изменения активности энергетического обмена, свободнорадикального окисления и метаболизма NO.

Ключевые слова: сукцинамиды, субхроническое воздействие, метаболическая активность печени.

Одним из приоритетных направлений современной фармакологии является поиск близких к природным метаболитам лекарственных средств, обладающих политропным действием, способных эффективно восстанавливать нарушенные биохимические процессы и стимулировать механизмы метаболической адаптации, а также имеющих низкую токсичность или практически нетоксичных. С учетом широкого спектра биологической активности особо выделяются производные янтарной кислоты (ЯК), на основе которых разработаны оригинальные лекарственные препараты, обладающие энергостимулирующим, мембраностабилизирующим, антиоксидантным, детоксикационным и антигипоксическим эффектом. Как известно, ЯК — это метаболит цикла трикарбоновых кислот (ЦТК). Этот центральный цикл обмена связывает гликолиз с электронно-транспортной дыхательной цепью и является важным источником молекул-предшественников для синтеза аминокислот, углеводов и жирных кислот. Сукцинатсодержащие препараты служат донорами ЯК, что в определенной степени влияет на проявления их разнообразной фармакологической активности [1, 2].

К производным ЯК принадлежит соединение с антидиабетическими свойствами — β-фенилэтиламид 2-оксисукцинаниловой кислоты (β-ФЭА-ОСАК), синтезированное в ГУ «Институт проблем эндокринной патологии им. В.Я.Данилевского НАМН Украины». На основе данного соединения разработано антидиабетическое средство, механизмы действия которого связаны с улучшением биоэнергетических процессов, угнетением оксидативного стресса в митохондриях и снижением неферментативного гликозилирования [3]. Установлены метаболиты І фазы биотрансформации β-ФЭА-ОСАК: 2-гидроксифенилсукцинамид (2-ГФСА) и β-фенилэтилсукцинамид (β-ФЭСА), которые также относятся к производным ЯК и могут влиять на специфические и токсические эффекты исходного соединения.

На этапе доклинических исследований новых лекарственных средств проводится токсикологическая экспертиза, позволяющая прогнозировать их возможное неблагоприятное влияние на здоровье человека при использовании. Для оценки потенциального риска лекарственных средств исследуется состояние наиболее чувствительных к их воздействию звеньев метаболического гомеостаза, причем в первую очередь тех, которые играют ключевую роль в механизмах токсического действия ксенобиотиков и отражают уровень адаптивных резервов организма [4].

Один из универсальных механизмов токсичности — это активация процессов свободнорадикального окисления биомолекул, угнетение антиоксидантной защиты, нарушение метаболизма оксида азота, запускающие целый ряд последующих метаболических нарушений в организме [5]. Наиболее активно биохимические процессы протекают в печени, играющей центральную роль в метаболизме и инактивации большинства лекарственных средств. Однако печень, обладающая высокой сорбционной активностью, может подвергаться и повреждающему действию со стороны лекарств или их токсичных метаболитов, что проявляется изменениями биохимического статуса органа и влечет за собой нарушения его функций, в первую очередь детоксицирующей. Учитывая мультифункциональность печени, нарушение ее деятельности может приводить к изменениям функционального состояния многих органов и систем, включая щитовидную и поджелудочную железу, почки, сердечно-сосудистую, репродуктивную и иммунную систему [6].

В аспекте выявления возможных побочных эффектов потенциальных лекарственных средств — производных янтарной кислоты значительный интерес представляет изучение их влияния на метаболическую активность печени.

Цель работы — оценить влияние антидиабетического средства и двух его метаболитов, относящихся к сукцинамидам, на биохимические показатели состояния печени крыс в подостром эксперименте.

Материалы и методы исследования

Подострый эксперимент выполнялся на 96 нелинейных белых крысах-самцах массой 190–210 г. Манипуляции с животными, их эвтаназию проводили в соответствии с «Общими этическими принципами экспериментов на животных» (Украина, 2001).

Подопытным крысам вводили перорально 30-кратно β-ФЭА-ОСАК и его метаболиты — 2-ГФСА и β-ФЭСА в виде водной эмульсии с твин-80 в дозах 100 мг/кг массы тела (м.т.), 68 мг/кг м.т. и 72 мг/кг м.т., соответственно. Дозы метаболитов рассчитывались как эквимолярные испытуемой дозе β-ФЭА-ОСАК. Контрольные крысы получали водную эмульсию твин-80. Забой животных осуществляли декапитацией под легким эфирным наркозом через 24 часа после последнего введения веществ. Подопытные и контрольные группы насчитывали по 8 животных. Биохимические показатели определяли в гомогенате и фракции митохондрий печени, отдельные — в сыворотке крови.

Для оценки функционального состояния гепатоцитов определяли активность аланиновой (АЛТ) (КФ 2.6.1.2) и аспарагиновой (АСТ) (КФ 2.6.1.1) аминотрансфераз в гомогенате печени и сыворотке крови, активность лактатдегидрогеназы (ЛДГ) (КФ 1.1.1.27) в сыворотке крови с использованием стандартных наборов реактивов «Филисит-Диагностика» (Украина).

О состоянии энергетического обмена судили по активности сукцинат-дегидрогеназы (СДГ) (КФ 1.3.99.1) и цитохром-с-оксидазы (ЦХО) (КФ 1.9.3.1) во фракции митохондрий печени, полученной методом дифференциального центрифугирования в градиенте плотности 0,3 М сахарозы (рН=7,4) [7, 8].

Интенсивность процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ) оценивали по содержанию диеновых конъюгатов (ДК), гидроперекисей липидов (ГПЛ) и активных соединений, реагирующих с тиобар-битуровой кислотой (ТБКАС) в 10 % гомогенате печени [9–11]. Оценивали также степень спонтанной и металл-катализи-руемой окислительной модификации протеинов (ОМП). Для этого определяли содержание в 5 % гомогенате печени конечных продуктов ОМП: алифатических альдегид- и кетондинитрофенилгидразонов нейтрального и основного характера, которые образуются в реакции с 2,4-динитрофенилгидразином (2,4-ДНФГ) [12]. Исследовали антиоксидантный статус печени по изменению активности глутатионпероксидазы (ГП) (КФ 1.11.1.9) [13], глутатионтрансферазы (ГТ) (КФ 2.5.1.18) [12], каталазы (КФ 1.11.1.6) [14], супер-оксиддисмутазы (СОД) (КФ 1.15.1.1) [12].

Концентрацию стабильных метаболитов оксида азота (NO): нитрит-анионов (NO2-) и нитрат-анионов (NO3-) в 5 % гомогенате печени исследовали спектрофотометрически с помощью реактива Грисса [15]. Регистрировали изменения активности NO-синтазы (NOS) (КФ 1.14.13.19) в 10 % гомогенате печени по скорости окисления NADPH+H+ [16]. Уровень белка в гомогенате печени определяли методом М. Бредфорда [17].

Статистическая обработка данных выполнена с помощью пакета программ Anova. Нормальность распределения в рядах определяли по критерию Шапиро-Уилка (W). Для парного сравнения групп опыта с контролем использовали критерий Стьюдента. Результаты представлены как среднее арифметическое и его статистическая ошибка. Достоверными считали данные при р<0,05 и близкими к статистически значимым при 0,05<p<0,1.

Результаты и их обсуждение.

Установлено, что при подостром воздействии β-ФЭА-ОСАК и двух его метаболитов активность маркерных энзимов печеночного цитолиза АЛТ и АСТ в сыворотке крови не изменяется, а в случае введения β-ФЭСА активность АЛТ имеет тенденцию к снижению. Эти данные могут косвенно указывать на то, что изученные сукцинамиды не вызывают изменений проницаемости мембран гепатоцитов, сопровождающихся выходом аминотрансфераз из клетки. В печени на фоне введения β-ФЭА-ОСАК отмечается повышение активности АЛТ и тенденция к росту активности АСТ, что, очевидно, является следствием усиления синтеза данных энзимов при активации процесса обновления протеинов (табл.). Однако изменения активности аминотрансфераз в печени не отражаются на данном виде активности в целостном организме. В печени содержится максимальное количество АЛТ и выявленные изменения его активности могут служить индикатором интенсификации процессов в периферической зоне метаболизма, особенно протеинового.

Таблица. Показатели биохимического статуса печени крыс при субхроническом воздействии β-фенилэтиламида 2-оксисукцинаниловой кислоты (β-ФЭА-ОСАК), 2-гидроксифенилсукцинамида (2-ГФСА) и β-фенилэтилсукцинамида (β-ФЭСА), (Х±Sх)

Примечание: * — р<0,05; ** — 0,05<р<0,1; Ед.А — единицы абсорбции, КП — карбонилированные протеины.

Под действием β-ФЭА-ОСАК в гепатоцитах происходит стимуляция реакции трансаминирования аланина, что может приводить к увеличению образования пирувата и глутамата. Известно, что первый продукт реакции частично окисляется в ацетил-КоА, поступающий в ЦТК, и частично превращается в глюкозу в процессе глюконеогенеза, а второй — является одним из основных участников цикла мочевины [18]. В случае β-ФЭА-ОСАК повышение активности АЛТ, по-видимому, является адаптивным и может быть связанно с регулирующей ролью энзима в белковом и углеводном обмене, а также в процессе обезвреживания аммиака. Менее интенсивный прирост активности АСТ сравнительно с АЛТ служит показателем более медленного темпа интенсификации центральных путей метаболизма, близких к ЦТК.

Зарегистрировано также увеличение на 47 % активности ЛДГ в сыворотке крови, что в сочетании с ростом активности печеночной АЛТ может быть связано с обеспечением утилизации в печени лактата, уровень которого был повышен (до 5,34±0,40 ммоль/л в опыте против 3,71±0,19 в контроле). На этом фоне под воздействием β-ФЭА-ОСАК в митохондриях печени заметно повышается активность ЦХО (терминальный комплекс IV дыхательной цепи переноса электронов), которая служит важным индикатором усиления аэробного энергетического метаболизма. Возможно, повышенная потребность тканей в кислороде из-за изменений обмена веществ могла послужить одной из причин увеличения уровня лактата, что стимулировало компенсаторные процессы его утилизации в печени, обеспечивая сбалансированнность внутриклеточного метаболизма. В то же время при активации дыхательной цепи митохондрий становится доступным NAD+, необходимый для окисления излишнего лактата.

Учитывая, что ЦХО, ЛДГ, АЛТ обладают способностью быстро реагировать на изменения внутриклеточного метаболизма при воздействии лекарственных средств, интоксикациях и патологических состояниях, повышение их активности указывает на свойство β-ФЭА-ОСАК стимулировать метаболическую активность печени, включая усиление отдельных этапов энергетического обмена.

Субхроническое влияние 2-ГФСА на состояние энергетических процессов, в отличие от β-ФЭА-ОСАК, проявляется в виде снижения на 41,3 % активности СДГ в митохондриях печени животных (табл.). Этот сдвиг свидетельствует о замедлении скорости окисления сукцината в ЦТК и может быть следствием нарушения функционирования энзима. Выявленное при воздействии β-ФЭСА уменьшение в физиологических пределах активности АЛТ указывает на снижение выхода молекул энзима из гепатоцитов, по-видимому, связанное с адаптивными перестройками белкового обмена и ферментобразующих процессов. Учитывая отмеченные изменения исследуемых показателей, действие метаболитов β-ФЭА-ОСАК, очевидно, не сказывается на проявлениях энергостимулирующей активности данного соединения.

Исследованиями состояния антиоксидантной защиты (АОЗ) выявлено некоторое ослабление ее ферментного звена под влиянием сукцинамидов. Субхроническое введение β-ФЭА-ОСАК и одного из его метаболитов — β-ФЭСА приводит к снижению активности ГП в гомогенате печени крыс. В случае β-ФЭА-ОСАК в печени также снижается активность каталазы и ГТ (табл.). В условиях снижения активности АОЗ могут накапливаться реакционноактивные перекисные радикалы, способные повреждать биомолекулы: белки, липиды, углеводы, нуклеиновые кислоты, что вызывает метаболические нарушения. При воздействии β-ФЭСА активность каталазы, наоборот, возрастает, что, по всей видимости компенсирует падение активности ГП, близкой к каталазе по функциональному назначению.

Наряду с изменениями в системе АОЗ под воздействием сукцинамидов отмечаются изменения интенсивности окислительных процессов в ткани печени. При воздействии β-ФЭА-ОСАК наблюдается замедление интенсивности ПОЛ, судя по снижению на 23 % уровня ДК и больше чем на треть уровня ТБКАС, что, очевидно, связано с затратами резервов АОЗ, проявляющимися в виде снижения активности некоторых энзимов данной системы (табл.). Уменьшение концентрации продуктов ПОЛ, в свою очередь, могло регулировать степень активности антиоксидантных энзимов в печени [6].

Вместе с тем, на фоне введения β-ФЭА-ОСАК в печени на фоне синхронно снижению активности ПОЛ повышается спонтанный и Fe2+-индуцированный уровень карбонилированных протеинов (КП) при 530 нм, в меньшей степени — уровень КП при 356 и 370 нм (КП356, КП370) в условиях Fe2+-индукции протеинового окисления (табл.). Полученные результаты указывают, что в условиях субхронической экспозиции данного соединения усиливается окислительная деструкция протеинов, преимуществеено касающаяся КП530 — алифатических кетон-динитрофенилгидразонов основного характера, которые утрачивают свою функциональную активность в процессе агрегации молекул протеинов.

При введении β-ФЭСА в печени также выявлено повышение активности спонтанной ОМП, которое охватывает все исследованные фракции КП, но наиболее выраженное для КП530 и КП430, модифицированных по аминокислотным остаткам основного характера. Под воздействием 2-ГФСА спонтанный уровень КП530 и КП430, наоборот, снижается (табл.).

Таким образом, субхроническое воздействие β-ФЭА-ОСАК и β-ФЭСА приводит к усилению ОМП. Образование избытка КП в случае введения β-ФЭА-ОСАК могло в некоторой степени повлиять на снижение интенсивности ПОЛ, проявляя тем самым вторичный «антиоксидантный эффект».

Стимулированное изолированным введением β-ФЭА-ОСАК и β-ФЭСА возрастание уровня разных фракций КП в печени при снижении активности антиперекисных энзимов (ГП, в случае β-ФЭА-ОСАК и каталазы), возможно, обусловлено торможением NO-синтазного пути метаболизма NO, что характеризуется снижением в 1,8 и 1,5 раза активности NOS, на 34 % и 29 % уровня NO2- и NO3- для первого соединения, на 18 % и 17 % — для второго (табл.). При этом содержание метаболитов NO в печени снижается в меньшей степени сравнительно с активностью NOS, что, очевидно, связано с их частичным восстановлением в нитрит-/нитрат-редуктазных реакциях замкнутого цикла метаболизма NO или за счет включения других компенсаторных механизмов [19].

Можно констатировать, что при субхронической экспозиции сукцинамиды β-ФЭА-ОСАК и β-ФЭСА влияют на состояние окислительного гомеостаза, вызывая снижение активности NO-синтазного метаболизма NO и ГП, что сопровождается замедлением процесса ПОЛ в первом случае, но при этом наблюдается стимуляция отдельных реакций ОМП в печени при изолированном воздействии обоих соединений. Увеличение деградации протеинов может реализовываться по свободнорадикальному механизму вследствие стимуляции активности дыхательной цепи митохондрий, в частности, β-ФЭА-ОСАК способен повышать активность ЦХО. Недостаточный синтез NO, выявленный при воздействии β-ФЭА-ОСАК и β-ФЭСА, также может способствовать усилению ОМП, следствием которого может быть свободнорадикальное повреждение мембран клеток. Противоположное действие 2-ГФСА в отношении интенсивности ОМП, очевидно, обусловлено его ингибирующим влиянием на СДГ, с активностью которой тесно связана работа дыхательной цепи митохондрий.

Выводы

1. При субхроническом введении в дозе 100 мг/кг м.т. β-фенилэтиламид 2-оксисукцинаниловой кислоты (β-ФЭА-ОСАК) стимулирует метаболическую активность печени путем усиления отдельных звеньев энергетического, белкового и углеводного обмена, признаками чего служит повышение активности ЦХО, ЛДГ, АЛТ и АСТ. Метаболиты соединения: 2-гидроксифенилсукцинамид (2-ГФСА) и β-фенилэтилсукцинамид (β-ФЭСА), в эквимолярных дозах: 68 мг/кг м.т. и 72 мг/кг м.т., не обладают подобным действием.
2. Субхроническое введение β-ФЭА-ОСАК приводит к снижению интенсивности ПОЛ и замедлению NO-синтазного обмена NO, что сопровождается признаками снижения резервно-адаптационных возможностей печени в виде ослабления ферментного звена АОЗ и усиления образования отдельных фракций карбонильных производных протеинов.
3. Направленность действия β-ФЭСА в дозе 72 мг/кг м.т. на такие биохимические показатели состояния печени, как уровень продуктов обмена NO, активность ГП и интенсивность ОМП совпадает с β-ФЭА-ОСАК, метаболитом которого он является, и может в некоторой степени отражаться на соответствующих видах активности исходного соединения.
4. Введение 2-ГФСА в дозе 68 мг/кг м.т. характеризуется снижением спонтанного уровня ОМП в печени, которое синхронизировано и в определенной степени связано с ингибированием митохондриальной СДГ и, следовательно, торможением реакций окисления сукцината в ЦТК, что может отражаться на состоянии дыхательной цепи митохондрий печени, т. е. 2-ГФСА не оказывает влияния на установленные проявления активности β-ФЭА-ОСАК, метаболитом которого он является.

 

ЛИТЕРАТУРА

1. Яснецов В.В. Исследование влияния сукцинатсодержащих препаратов на дыхание митохондрий клеток головного мозга крыс / В.В. Яснецов, Е.П. Просвирова, Е.Г. Цублова // Экспер. и клин. фармакол. — 2012. — Т. 75, № 7. — С. 8–10.

2. Зарубина И.В. Антигипоксические и антиоксидантные эффекты экзогенной янтарной кислоты и аминотиоловых сукцинатсодержащих антигипоксантов / И.В. Зарубина, М.В. Лукк, П.Д. Шабанов // Бюл. экспер. биологии и медицины. — 2012. — Т. 153, № 3. — С. 313–317.

3. Горбенко Н.І. Патогенетичне обґрунтування ефективності похідного янтарної кислоти — фенсукциналу в терапії цукрового діабету та його судинних ускладнень (експериментальне дослідження) /Автореф. дис.... д-ра біол. наук. — Х., 2004. — 36 с.

4. Доклинические исследования лекарственных средств: Метод. рекомендации / под ред. А.В. Стефанова. — К.: Авицена, 2002. — С. 77–218.

5. Guengerich F.P. Mechanisms of drug toxicity and relevance to pharmaceutical development / F. Guengerich // Drug Metab Pharmacokinet. — 2011. — V. 26, N1. — P. 3–14.

6. The role of metabolic activation in drug-induced hepatotoxicity / B.K. Park, N.R. Kitteringham, J.L. Maggs [et al.] // Annu Rev Pharmacol Toxicol. — 2005. — N 45. — P. 177–202.

7. Методы биохимических исследований (липидный и энергетический обмен): Учебное пособие / под ред. М.И. Прохоровой. — Л.: Изд-во Ленингр. ун-та, 1982. — 263 с.

8. Рыбальченко В.К. Структура и функции мембран: практикум / В.К. Рыбальченко, М.М. Коганов. — К.: Вища школа, 1988. — 312 с.

9. Плацер З. Определение диеновых конъюгатов и общих гидроперекисей в биологических материалах / З. Плацер, М. Видлакова, Л. Купила // Чехосл. мед. обзор. — 1970. — Т. 16, № 1. — С. 30–34.

10. Asakawa T. Colorings conditions of thiobarbituric acid test for detecting lipid hydroperoxides / T Asakawa, S. Matsushite // Lipids. — 1980. — V 15. — Р. 137–140.

11. Стальная И.Д. Метод определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты / И.Д. Стальная, Т.Г. Гаришвили // Соврем. методы в биохимии. — М., 1977. — С. 66–68.

12. Методы оценки свободнорадикального окисления и антиоксидантной системы организма: Метод. рекомендации / [А.В. Арутюнян, Е.Е. Дубинина, Н.Н. Зыбина]; под ред. В.Х. Хавинсона. — СПб: ИКФ «Фолиант», 2000. — 104 с.

13. Біохімічні та біофізичні методи оцінки порушень окислювального гомеостазу в осіб, що зазнали радіаційного впливу внаслідок аварії на ЧАЄС: Метод. рекомендації / [ Л.М. Овсяннікова та ін.]. — К., 1999. — С. 7–8.

14. Королюк М.А. Метод определения активности каталазы / М.А. Королюк, Л.И. Иванова, И.Г. Майорова, В.Е. Токарев // Лаб. дело. — 1988. — № 1. — С. 16–19.

15. Фотометрический метод определения нитратов и нитритов в биологических жидкостях (инструкция по применению) / А.П. Солодков, И.С. Веремей, С.С. Осочук [и др.]. — Витебск: [Б.и.], 2001. — 9 с.

16. Сумбаев В.В. Влияние ДДТ на активность синтазы оксида азота в печени, легких и головном мозге крыс / В.В. Сумбаев, И.М. Ясижкая // Соврем. пробл. токсикологии. — 2000. — № 3. — С. 3–7.

17. Гаспаров В.С. Определение белка по связыванию с красителем Кумасси бриллиантовым голубым G-250 / В.С. Гаспаров, В.Г. Дегтярь // Биохимия. — 1994. — Т. 59, вып. 6. — С. 763–775.

18. Биологическая роль и метаболическая активность янтарной кислоты / А.А. Евглевский, Г.Ф. Рыжкова, Е.П. Евглевская [и др.] // Вестник Курской сельхоз. академии. — 2013. — № 9. — С. 67–69.

19. Роль оксида азота в регуляции работы миокарда: цикл оксида азота и NO-синтазные системы в миокарде / В.П. Реутов, Е.А. Гоженко, В.Е. Охотин [и др.] // Актуальные проблемы транспортной медицины. — 2007. — № 4(10). — С. 89–112.

 

REFERENCES

1. Yasnecov V.V. Issledovanie vliyaniya sukcinatsoderzhaschikh preparatov na dykhanie mitokhondrij kletok golovnogo mozga krys / V.V. Yasnecov, E.P. Prosvirova, E.G. Cublova // Eksper. i klin. farmakol. — 2012. — T. 75, № 7. — S. 8–10.

2. Zarubina I.V. Antigipoksicheskie i antioksidantnye effekty ekzogennoj yantarnoj kisloty i aminotiolovykh sukcinatsoderzhaschikh antigipoksantov / I.V. Zarubina, M.V. Lukk, P.D. Shabanov // Byul. eksper. biologii i mediciny. — 2012. — T. 153, № 3. — S. 313–317.

3. Horbenko N.I. Patohenetychne obgruntuvannya efektyvnosti pokhidnoho yantarnoi kysloty — fensukcynalu v terapii cukrovoho diabetu ta joho sudynnykh uskladnen' (eksperymental'ne doslidzhennya) /Avtoref. dys.... d-ra biol. nauk. — Kh., 2004. — 36 s.

4. Doklinicheskie issledovaniya lekarstvennykh sredstv: Metod. rekomendacii / pod red. A.V. Stefanova. — K.: Avicena, 2002. — S. 77–218.

5. Guengerich F.P. Mechanisms of drug toxicity and relevance to pharmaceutical development / F. Guengerich // Drug Metab Pharmacokinet. — 2011. — V. 26, N1. — P. 3–14.

6. The role of metabolic activation in drug-induced hepatotoxicity / B.K. Park, N.R. Kitteringham, J.L. Maggs [et al.] // Annu Rev Pharmacol Toxicol. — 2005. — N 45. — P. 177–202.

7. Metody biokhimicheskikh issledovanij (lipidnyj i energeticheskij obmen): Uchebnoe posobie / pod red. M.I. Prokhorovoj. — L.: Izd-vo Leningr. un-ta, 1982. — 263 s.

8. Rybal'chenko V.K. Struktura i funkcii membran: praktikum / V.K. Rybal'chenko, M.M. Koganov. — K.: Vischa shkola, 1988. — 312 s.

9. Placer Z. Opredelenie dienovykh kon'yugatov i obschikh gidroperekisej v biologicheskikh materialakh / Z. Placer, M. Vidlakova, L. Kupila // Chekhosl. med. obzor. — 1970. — T. 16, № 1. — S. 30–34.

10. Asakawa T. Colorings conditions of thiobarbituric acid test for detecting lipid hydroperoxides / T Asakawa, S. Matsushite // Lipids. — 1980. — V 15. — Р. 137–140.

11. Stal'naya I.D. Metod opredeleniya malonovogo dial'degida s pomosch'yu tiobarbiturovoj kisloty / I.D. Stal'naya, T.G. Garishvili // Sovrem. metody v biokhimii. — M., 1977. — S. 66–68.

12. Metody ocenki svobodnoradikal'nogo okisleniya i antioksidantnoj sistemy organizma: Metod. rekomendacii / [A.V. Arutyunyan, E.E. Dubinina, N.N. Zybina]; pod red. V.Kh. Khavinsona. — SPb: IKF «Foliant», 2000. — 104 s.

13. Biokhimichni ta biofizychni metody ocinky porushen' okyslyuval'noho homeostazu v osib, scho zaznaly radiacijnoho vplyvu vnaslidok avarii na ChAYeS: Metod. rekomendacii / [ L.M. Ovsyannikova ta in.]. — K., 1999. — S. 7–8.

14. Korolyuk M.A. Metod opredeleniya aktivnosti katalazy / M.A. Korolyuk, L.I. Ivanova, I.G. Majorova, V.E. Tokarev // Lab. delo. — 1988. — № 1. — S. 16–19.

15. Fotometricheskij metod opredeleniya nitratov i nitritov v biologicheskikh zhidkostyakh (instrukciya po primeneniyu) / A.P. Solodkov, I.S. Veremej, S.S. Osochuk [i dr.]. — Vitebsk: [B.i.], 2001. — 9 s.

16. Sumbaev V.V. Vliyanie DDT na aktivnost' sintazy oksida azota v pecheni, legkikh i golovnom mozge krys / V.V. Sumbaev, I.M. Yasizhkaya // Sovrem. probl. toksikologii. — 2000. — № 3. — S. 3–7.

17. Gasparov V.S. Opredelenie belka po svyazyvaniyu s krasitelem Kumassi brilliantovym golubym G-250 / V.S. Gasparov, V.G. Degtyar' // Biokhimiya. — 1994. — T. 59, vyp. 6. — S. 763–775.

18. Biologicheskaya rol' i metabolicheskaya aktivnost' yantarnoj kisloty / A.A. Evglevskij, G.F. Ryzhkova, E.P. Evglevskaya [i dr.] // Vestnik Kurskoj sel'khoz. akademii. — 2013. — № 9. — S. 67–69.

19. Rol' oksida azota v regulyacii raboty miokarda: cikl oksida azota i NO-sintaznye sistemy v miokarde / V.P. Reutov, E.A. Gozhenko, V.E. Okhotin [i dr.] // Aktual'nye problemy transportnoj mediciny. — 2007. — № 4(10). — S. 89–112.

 

Надійшла до редакції 25.09.2016 р.