Промоторний ефект генериків S-метолахлору з різною гепатотоксичністю в канцерогенезі печінки у щурів

  • Автори: Є.А. Баглєй, Н.М. Недопитанська, В.С. Лісовська, О.В. Решавська, Л.В. Ткаченко
  • УДК: 615.9:616-006.6:632.95
  • DOI: 10.33273/2663-4570-2019-86-2-5-13
Завантажити прикріплення:

ДП «Науковий центр превентивної токсикології, харчової та хімічної безпеки імені академіка Л.І. Медведя Міністерства охорони здоров’я України», Київ, Україна

РЕЗЮМЕ. Метолахлор, а на даний час його біологічно активний ізомер S–метолахлор, є одними з гербіцидів, який найбільш широко застосовується у світі. У хронічних експериментах на щурах було виявлено гепатоканцерогенний ефект метолахлору, а в епідеміологічних дослідженнях — позитивну залежність між експозицією фермерів до метолахлору і захворюваністю на рак печінки. Відзначається можливість впливу шкідливих домішок у технічних продуктах на виявлені ефекти.

Мета — вивчити промоторний ефект генериків S–метолахлору з різною гепатотоксичністю щодо канцерогенезу печінки у щурів, ініційованого нітрозодіетиламіном (НДЕА), і проаналізувати можливість його реалізації у людини.

Матеріали та методи. Експерименти виконані на щурах-самцях Wistar Han, на моделі гепатоканцерогенезу «НДЕА — гепатектомія». Вивчались два зразки генериків S–метолахлору, співвідношення S/ R енантіомерів — 87/13 %%, з різною гепатотоксичністю. Речовини вводили внутрішньошлунково у дозах 1,5; 15 і 150мг/ кг маси тіла (м.т.) протягом 8 тижнів. Тварини групи негативного контролю отримували воду, а позитивного — фенобарбітал. Промоторний ефект оцінювали за стандартизованими показниками загальної площі і кількості фокусів гепатоцитів, які експресують γ-глутаміл-транспептидазу (ГТП).

Результати. Клінічних ознак токсичної дії S–метолахлору на організм щурів, ініційованих до канцерогенезу НДЕА, не встановлено. Виявлено збільшення кількості та загальної площі γ-ГТП-позитивних фокусів гепатоцитів у печінці тварин, які отримували пухлиноутворюючу дозу S–метолахлору, а також фенобарбітал. Середня площа фокуса в печінці щурів, які отримували більш токсичний зразок, була меншою.Встановлено поріг промоторної дії S–метолахлору щодо гепатоканцерогенезу на рівні γ 15 мг / кг м.т. Аналіз літературних даних щодо механізму гепатотоксичної дії метолахлору дозволив зробити висновок про фенобарбіталоподібний механізм його промоторної дії, який реалізується через андростановий конституційний рецептор (CAR). Цей механізм є видоспецифічним для гризунів, і тому результати епідеміологічних досліджень про можливості розвитку раку печінки у людини не можуть бути підтверджені експериментально.

Висновки. Генерики S–метолахлору з різним ступенем гепатотоксичності в пухлиноутворюючій дозі проявляють промоторний ефект щодо канцерогенезу, ініційованого НДЕА у печінці щурів. Гепатотоксичність S–метолахлору гальмує ріст γ-ГТП-позитивних фокусів. Встановлено поріг цього ефекту на рівні γ 15 мг / кг м.т. Механізм виявленого ефекту є не релевантним для людини.

Ключові слова: S–метолахлор, нітрозодіетиламін, промоторний ефект щодо гепатоканцерогенезу, щури Wistar Han, γ-глутамілтранспептидаза.

Метолахлор, а в настоящее время его биологически активный изомер S–метолахлор — один из наиболее широко применяемых гербицидов в мире.

По химической структуре эти вещества относятся к классу хлорацетанилидов. Они ингибируют синтез белка в растениях. Рацемический метолахлор является смесью (50/50) правовращающих и левовращающих оптических изомеров. В 1997 году начал использоваться S — метолахлор, который состоял из 88 % S — изомера и 12 % R изомера. Этот продукт был более активен как гербицид и поэтому начал вытеснять с рынка рацемический метолахлор [1, 3]

Большие объёмы использования метолахлора в сельском хозяйстве привлекли внимание эпидемиологов, которые изучают влияние пестицидов на здоровье человека [2, 3]. В эпидемиологических исследованиях, проведенных в США по проекту Agricultural Health Study (AHS), изучена связь между использованием метолахлора и онкологической заболеваемостью фермеров в штатах Айова и Северной Каролине. Никаких статистически значимых связей с использованием метолахлора в исследованиях AHS по множественным факторам риска для конкретных видов рака: меланома, рак поджелудочной железы и рак толстой кишки или прямой кишки, рак простаты у аппликаторов не наблюдалось. В работе [2] была установлена корреляционная связь между содержанием нитратов и метолахлора в грунтовых водах и онкологической заболеваемостью детей. Однако авторы не смогли отдифференцировать роль других факторов в развитии этих опухолей. Вместе с тем установлена положительная связь между использованием метолахлора и заболеваемостью рака печени и фолликулярно-клеточной лимфомы [3]. В хронических экспериментах на крысах был выявлен гепатоканцерогенный эффект метолахлора. Обнаружение положительной зависимости между раком печени и экспозицией фермеров к метолахлору является первым сообщением, в котором показано, что вызываемое им повышение новообразований в печени крыс, а также гепатотоксическое действие на клетки печени человека in vitro, может наблюдаться у людей. Авторы исследований подчёркивают, что полученные ими результаты касаются только метолахлора, а не S–метолахлора [3], ссылаясь на возможные различия токсикологического эффекта их препаративных форм и наличия вредных примесей в технических продуктах [4].

В отличие от R–метолахлора канцерогенность S–метолахлора не изучалась в хронических экспериментах. Сравнив токсикологические параметры обоих изомеров, эксперты ЕРА сделали заключение: S–метолахлор по канцерогенности может классифицироваться как его гомолог.

Метолахлор по классификации ЕРА отнесён к возможным канцерогенам для человека, группе С. В хронических экспериментах на крысах, которые получали высокую дозу, обнаружено увеличение частоты опухолей печени у самок и положительный тренд их у самцов. Отсутствие генотоксичности у обоих изомеров метолахлора позволило предположить промоторный механизм этого эффекта и установить его безопасный уровень [1]. В предыдущих наших исследованиях показана возможность индукции S–метолахлором предопухолевых состояний в печени крыс при гепатоканцерогенезе, инициированном нитрозодиэтиламином [5]. Однако отсутствие данных о механизме гепатоканцерогенного действия метолахлора, роли примесей в этом эффекте и его релевантности для человека требуют дополнительных исследований.

Целью работы было изучить промоторный эффект генериков S–метолахлора с различной гепатотоксичностью в кацерогенезе печени у крыс, нициированном нитрозодиэтиламином (НДЭА), у крыс и проанализировать возможность его реализации у человека.

Материалы и методы

Эксперимент проведен в Центре превентивной и регуляторной токсикологии ГП «Научный центр превентивной токсикологии, пищевой и химической безопасности имени академика Л.И.Медведя Министерства здравоохранения Украины» в соответствии с требованиями GLP. Исследования соответствуют требованиям комиссии биоэтики о гуманном обращении с животными, законодательству Украины и международных организаций.

Эксперимент проведен в соответствии с протоколом, рекомендуемым N.Ito, для выявления гепатоканцерогенов с нашими модификациями [6,7]. Животные крысы-самцы Wistar Han SPF находились в «чистой» зоне вивария барьерного типа, в одинаковых условиях в клетках типа Т4 по 5 голов. Комната была обеспечена принудительной вентиляцией (12 объемов в час) подготовленным воздухом. Температура и относительная влажность воздуха регистрировались ежедневно, колебания температуры составляли 20–21оС, влажности — 45–46 %. Освещение в комнатах — лампы дневного света (12 часов света, 12 часов темноты). В течение эксперимента крысы получали сбалансированный гранулированный корм Альтромин (Германия) и обеззараженную фильтрованную воду.

В эксперименте использовались крысы-самцы с массой тела 185±10 г, которые были получены из питомника Центра. После карантина и рандомизации по массе тела животные были разделены на группы. Две контрольных группы — положительный и отрицательный контроль (1 и 5 группы) и подопытные группы (2, 3 и 4 группы) по 15 особей каждая. При наличии признаков какой-либо патологии или несоответствия при рандомизации животные отбраковывались.

После акклиматизации — на 5 день эксперимента всем животным была проведена одноразовая инъекция нитрозодиэтиламина (НДЭА), 98 %, (Sigma, USA) в дозе 200 мг/кг. Раствор НДЭА готовился на физрастворе в концентрации 5 % и вводился внутрибрюшинно.

Исследовались два генерических образца S–метолахлора с предполагаемой различной гепатотоксичностью. Первый образец содержал 97,2 % основного вещества, из которых 87,2 % составлял S–энантиомер, второй — 97,7 % основного вещества, из которых 86,7 % составлял S–энантиомер. Таким образом, соотношение лево- и правовращающих энантиомеров, S/R было 87/13 %%, что соответствует международным стандартам [1, 3]. Вещества начали вводить экспериментальным животным через 2 недели после инъекции НДЭА. Эксперимент со вторым веществом начали проводить на неделю позже, начальная масса крыс при этом была 205±15 г.

Животным из 2, 3 и 4 групп вещество вводилось в дозах 1,5, 15 и 150 мг/кг м.т., соответственно. Крысам из первой группы (отрицательный контроль) вводили воду с ОП 10 (0,05 % раствор), а второй (положительный контроль) — фенобарбитал натрия, 99 % (Alkaloida Chemical Company, Hungary) в дозе 37 мг/кг м.т. при тех же условиях, что и опытным. Растворы С–метолахлора и фенобарбитала готовились ежедневно (ех tempore) на воде с добавлением ОП 10. Введение растворов осуществлялось 5 раз в неделю (экспозиция с 1 по 5 день, 6 и 7 день — ожидание), в утренние часы до кормления внутрижелудочно с помощью металлического зонда в допустимом объеме для мелких лабораторных животных [8].

Дозы выбраны на основании данных токсикологической оценки метолахлора и рекомендаций OECD [1, 3, 8]. Коррекция доз проводилась через каждые 7 дней с учетом динамики массы тела животных в течение экспозиции. Через 3 недели от начала эксперимента животным проводили частичную гепатэктомию по методу Higgins and Anderson, 1931. После гепатэктомии, через 2 дня, вещество продолжали вводить еще в течение 5 недель. Контроль состояния животных проводился ежедневно с целью выявления любых отклонений, связанных с воздействием изучаемого вещества. Оценивались поведение животных, их подвижность, аппетит, состояние шерстного покрова, кожи, слизистых. Через 24 часа после последнего введения исследуемого вещества была проведена эвтаназия животных. Эвтаназию осуществляли в СО2 камере с соблюдением правил гуманного отношения к животным. После эвтаназии проводилось их вскрытие и макроскопическое обследование всех внутренних органов. Для выявления гепатотоксического действия определялась абсолютная и относительная масса печени. При необходимости проводились гистологические исследования.

Для гистохимического анализа отбирались образцы печени, из которых с помощью микротом-криостата готовились срезы толщиной 5–10 мкм. После фиксации срезов в холодном ацетоне проводилась гистохимическая реакция по определению γ-глутамилтранспептидазы (ГТП) — маркера трансформированных гепатоцитов методом Гленера [7]. В ткани печени в ходе пролиферации клеток образуется γ-глутамилтранспептидаза (ГТП) — положительные фокусы гепатоцитов. Количество и размеры этих фокусов, являются основными критериями в определении промоторной активности исследуемого продукта.

После проведенной реакции статистически обрабатывались размеры выявленных фокусов гепатоцитов. Подсчитывались количество и площадь фокусов на условную единицу плоскости среза печени с использованием компьютерных программ.

Полученные значения вышеприведенных показателей обрабатывались с помощью методов математической статистики для выявления различий между экспериментальными группами животных и контролем. Первоначально устанавливали распределение данных в выборке. В случае нормального распределения и гомогенности переменных использовался параметрический двусторонний t-критерий Стьюдента для независимых выборок, а при отсутствии такового — непараметрический U-критерий Манна Уитни. Разница между показателями контрольных и экспериментальных животных была достоверной при р ≤ 0,05. Статистические расчеты проводились с применением пакета компьютерных программ Excel 2010.

Результаты и обсуждение

На протяжении всего периода экспозиции в подопытных группах не наблюдалось смертности животных, которая была бы связана с введением вещества, за исключением гибели крыс из-за послеоперационных осложнений после частичной гепатэктомии.

Поведение, внешний вид, двигательная активность крыс во всех группах на протяжении эксперимента не изменялись. Животные охотно поедали корм и потребляли воду. При сравнительной оценке динамики роста крыс-самцов Wistar Han в условиях эксперимента изменений массы тела и её прироста у подопытных животных по сравнению с негативным контролем не установлено. После введения НДЭА масса тела крыс во всех группах снижалась на 47%. Затем наблюдался период восстановления и повторное снижение массы тела на 0–4 % после гепатэктомии. Введение веществ не влияло на изменение массы тела и её прироста в обоих экспериментах. В табл. 1 представлены данные о массе тела животных по окончании экспозиции к S–метолахлору перед эвтаназией.

Масса тела животных экспериментальных групп статистически не отличается от крыс группы как положительного, так отрицательного контроля в обоих экспериментах. После эвтаназии в ходе наружного осмотра животных в опытных группах не обнаружены какие-либо отличия внешнего вида крыс, экспонированных к S–метолахлору от контрольных.

По данным патологоанатомического исследования крыс, которым вводили S–метолахлор, не обнаружено макроскопических изменений состояния внутренних органов и тканей по сравнению контролем. При сравнительном анализе изменений абсолютной и относительной массы печени у подопытных крыс относительно отрицательного контроля в первом эксперименте статистически достоверных различий не обнаружено (табл. 1). Во втором эксперименте у крыс, экспонированных к высокой дозе, обнаружено увеличение абсолютной и относительной массы печени на 18 и 15 %%, соответственно. У животных, которые получали фенобарбитал, установлено статистически достоверное увеличение относительной массы печени на 12 и 11%% соответственно.

Таким образом, продукты с одинаковым содержанием S–металохлора в исследуемых дозах не оказывали общетоксического действия у крыс, инициированных НДЭА. Однако при экспозиции крыс ко второму продукту в высокой дозе выявлен гепатотоксический эффект.

Таблица 1

Абсолютная и относительная масса печени

Примечания: 1 — первый эксперимент; 2 — второй эксперимент; 3 — р < 0,05 по сравнению с отрицательным контролем.

 

В многочисленных исследованиях показано увеличение пролиферации клеток, экспрессирующих γ-ГТП и другие глутамилтрансферазы в печени при воздействии гепатоканцерогенов [6, 7]. Эти клетки образуют гиперпластические очаги, которые впоследствии превращаются в узелки и служат гистохимическими био-маркерами канцерогенеза. Этот фермент в небольшом количестве экспрессируется холангиоцитами и овальными клетками в печени интактных животных. Значительное количество этого фермента экспрессируется эмбриональными гепатоцитами, а также клетками опухолей печени [9]. γ-ГТП является мембраносвязанным гликопротеином, активный центр которого локализуется на наружной поверхности клетки. Такая локализация позволяет расщеплять внеклеточный глутатион и увеличивать внутриклеточное содержание предшественников его синтеза. Поэтому в этих клетках образуется более высокое содержание глутатиона. Как известно, глутатион обеспечивает метаболизм и детоксикацию ксенобиотиков, в данном случае НДЕА, в ходе чего могут образовываться прямые канцерогены — генотоксиканты, которые трансформируют эти клетки, делая их устойчивыми к цитоксическому воздействию метаболитов.

Глутатион обеспечивает не только детоксикацию ксенобиотиков, но и повышение редокс-потенциала и синтетических процессов в этих клетках, способствуя их пролиферации. Таким образом, создаются условия для пролиферации и селекции клонов трансформированных клеток, в ходе которой образуются стволовые клетки опухоли. Промоторы стимулируют пролиферацию трансформированных гепатоцитов и образуют очаги их скопления — фокусы, которые в дальнейшем превращаются в узелки.

Количество и размеры гиперпластических γ-ГТП положительных очагов в ткани печени являются главными критериями в определении промоторной активности исследуемого соединения. В табл. 2 представлены данные о влиянии S–метолахора на образование и рост γ-ГТП положительных фокусов в ткани печени крыс.

Таблица 2

Площадь и количество гиперпластических γ-ГТП фокусов в печени животных по группам

Примечания: 1 — первый эксперимент; 2 — второй эксперимент; 3 — М ± SD; 4 —медиана; 5 — р < 0,05; 6 — р < 0,01 по сравнению с отрицательным контролем, тест Манна — Уитни.

 

При оценке показателей γ-ГТП-активных фокусов печени крыс использовались методы непараметрической статистики, так как выборка полученных результатов не подчинялась закону нормального распределения. Для более точного сравнения показателей с контролем наряду со средними значениями определялись медианы полученных данных.

Анализируя результаты действия первого образца касательно образования и роста положительных на γ-ГТП фокусов гепатоцитов в печени крыс, обнаружено статистически достоверное увеличение их средней общей площади в 4,7 раза и в 11 раз у животных, получавших S–метолахлор, соответственно в дозах 15 и 150 мг/кг. Среднее количество фокусов на см2 в печени крыс этих групп также увеличивалось по сравнению с контролем соответственно в 4,8 и 8,3 раза.

При воздействии второго образца статистически достоверное увеличение средней общей площади γ-ГТП фокусов гепатоцитов в 4,8 раза наблюдалось только в печени крыс, получавших высокую дозу. В средней дозе также наблюдалось увеличение этого показателя только в 1,4 раза (р > 0,05).

Несмотря на различия в способности к индукции фокусов гепатоцитов, экспрессирующих γ-ГТП в печени крыс в обоих экспериментах, можно сделать вывод о том, что изменение общей средней площади происходит за счёт увеличения количества фокусов. Дополнительное образование таких очагов в печени крыс может происходить, прежде всего, за счёт мутаций в гепатоцитах, индуцируемых изучаемым агентом. Однако S–метолахлор не обладает генотоксическим потенциалом [1, 3, 4].

Следовательно, можно предполагать, что увеличение количества этих фокусов обусловлено пролиферацией инициированных НДЕА гепатоцитов до детектируемых размеров. Данных о влиянии S–метолахлора на пролиферацию гепатоцитов в доступной литературе мы не обнаружили. Однако существуют данные о том, что метолахлор тормозил пролиферацию клеток печени человека HepG2 in vitro путём изменения клеточного цикла. Анализ результатов проточной цитометрии распределения клеток в цикле показал, что обработка метолахлором приводила к уменьшению количества клеток в фазе G2/M и накоплению их в S–фазе. Авторы не наблюдали увеличения некрозов и апоптоза гепатоцитов [10, 11].

Снижение синтетических процессов в гепатоцитах связано с угнетением энергетического обмена метолахлором [12]. Цитотоксичность метолахлора для гепатоцитов крыс резко возрастает на фоне снижения содержания внутриклеточного глутатиона [13]. Угнетение роста нормальных гепатоцитов создает преимущества для пролиферации инициированных НДЕА клеток, экспрессирующих γ-ГТП. Известно, что клоны таких клеток, для которых характерна пониженная чувствительность к антипролиферативному действию ксенобиотиков и повышенная чувствительность к митогенам или сигналам регенерации, образуют стволовые клетки опухолей. Показателем появления таких клонов в данном случае может служить площадь фокуса. Средняя площадь фокуса у животных, получавших первый образец вещества в дозах 1,5 и 15 мг/кг, статистически не отличалась от контроля, тогда как в дозе 150 мг/кг наблюдалось ее статистически достоверное увеличение на 12,8 %. Однако во втором эксперименте этот показатель во всех группах практически не изменялся. На наш взгляд, это связано с более высокой гепатотоксичностью данного образца.

Фенобарбитал, который был использован в качестве положительного контроля, увеличивал среднюю общую площадь и количество положительных γ-ГТП фокусов в печени в 5 раз. Средняя площадь узелка также увеличивалась, но только на 6,4 %, что связано с гепатотоксичностью данной дозы.

Представленные выше данные показывают, что генерический S–метолахлор с разной степенью гепатотоксичности в опухолеобразующих дозах проявляет промоторное действие на гепатоканцерогенез, инициированный у крыс НДЭА.

Согласно современным представлениям, увеличение пролиферативной активности гепатоцитов, следствие которого образование ГТП фокусов, а впоследствии — аденом и карцином, является ключевым событием в механизме гепатоканцерогенеза. Стимуляция пролиферативной активности гепатоцитов осуществляется через рецепторный механизм, который включает индукцию ферментов, индукцию образования пероксисом, а также взаимодействие с эстрогенами, статинами. Цитотоксический эффект, как и влияние на апоптоз, может осуществляться как через прямое воздействие химических веществ с макромолекулами, так, и опосредовано, через рецепторный механизм. Вследствие этого эффекта происходит гибель гепатоцитов и развивается их компенсаторная регенерация [14]. Гепатэктомия в данной модели является фактором усиления пролиферации гепатоцитов. Поэтому цитотоксическое действие метолахлора, которое приводило бы к гибели гепатоцитов, вызывало бы торможение регенерации печени, чего не выявлено в наших экспериментах (табл. 1). Отсутствие влияния метолахлора на развитие некроза и апоптоз показано в работе [11]. Снижение содержания внутриклеточного глутатиона в гепатоцитах увеличивает цитотоксичность метолахлора [13]. Экспрессия на поверхности трансформированных гепатоцитов ГТП увеличивает в них содержание внутриклеточного глутатиона и создаёт локальное преимущество для их пролиферации перед нормальными гепатоцитами в печени крыс, экспонированных к метолахлору.

Вместе с тем, индукция метолахлором, подобно фенобарбиталу, в печени крыс цитохромов P-450, Cyp2b 1 и CypЗa 1, а также увеличение активности ферментов — 7–пентоксирезоруфин-О-депентилазы и 7–этоксирезоруфин-О-диэтилазы [12, 13] говорит о рецепторном механизме промоторного эффекта через андростановый конституционный рецептор (CAR). Этот механизм и его видоспецифичность для грызунов хорошо изучены на примере фенобарбитала [14].

Резюмируя вышеизложенное, можно сделать заключение: генерики S–метолахлора с разной степенью гепатотоксичности в опухолеобразующей дозе оказывают промоторный эффект в канцерогенезе, инициированном НДЭА в печени крыс. Гепатотоксичность S–метолахлора тормозит рост γ-ГТП-положительных фокусов. Установлен порог промоции гепатоканцерогенеза на уровне ≤ 15 мг/кг м.т. Анализ потенциального механизма канцерогенного действия этих веществ подобен фенобарбиталу и осуществляется через конституционный андростановый рецептор (CAR). Эти данные не подтверждают выводов авторов эпидемиологических исследований о возможности развития рака печени у человека.

В последнее время на сайте US EPA опубликована краткая аннотированная информация об исследовании оригинального образца S–метолахлора, результаты которого согласуются с нашими выводами. На основании этих исследований эксперты US EPA классифицировали S–метолахлор, как вещество, механизм канцерогенного действия которого не релевантен для человека [15].

Работа выполнена в рамках НИР ГП «Научный центр превентивной токсикологии, пищевой и химической безопасности имени академика Л. И. Медведя Министерства здравоохранения Украины» по теме «Научное обоснование современных нормативных требований к применению пестицидов и агрохимикатов: прогнозирование отдаленных эффектов действия (канцерогенного, мутагенного, тератогенной активности, репродуктивной токсичности, хронических интоксикаций)», № государственной регистрации 0108U007458.

 

ЛИТЕРАТУРА

1. US EPA S-Metolachlor; Pesticide Tolerances. Federal Register. — V.79, № 60 (Friday, March 28, 2014). — Rules and Regulations. — P. 17436–17441.

2. Thorpe N. Herbicides and nitrates in groundwater of Maryland and childhood cancers: a geographic information systems approach. / N. Thorpe, A. Shirmohammadi //J Environ Sci Health . — 2005. — №23. — P.261–78.

3. Silver S.R. Cancer incidence and Metolachlor use in the Agricultural Health Study: An update / S.R. Silver, S.J. Bertke, C.J. Hines [ et al.] // Int. J. Cancer. — 2015. — V. 137. — №11. — P. 2630–2643.

4. Nikoloff N. Comparative study of cytotoxic and genotoxic effects induced by herbicide S-metolachlor and its commercial formulation Twin Pack Gold(R) in human hepatoma (HepG2) cells/ N. Nikoloff, L. Escobar, S. Soloneski, ML. Larramendy // Food Chem Toxicol. — 2013. —№62. — P.777–81.

5. Bahliy Ye.A., Nedopytans'ka N.M., Lisovs'ka V.S., Reshavs'ka O.V., Tkachenko L.V. Inductiya S-metolachlorom peredpuhlinnoho stanu v pechincy shchuriv initsiyovanih do cantserogenezu nitrozodymetylaminom // Visnik problem biologii i meditsini. —2019. — № 2,1 (150). —P. 270–75.

6. Ito N. Medium-term bioassays for carcinogens / N.Ito, T.Shirai, R.Hasegawa // Mechanisms of Carcinogenesis in Risk Identification. Lyon: — IARC Scientific Publication. —1992. — № 116. — P. 353–388.

7. Nedopytanskaya N.N. Modifitsiruyshiy effekt triadimefona na razvitie predopuholevih sostoyanii i opuholey v multiorgannom cantserogeneze u kris / N.N. Nedopytanskaya, Ye.A. Bahley, V.S. Lisovskaya [et al.] // Ukrainskyi zhurnal suchasnukh problem toksykolohii. — 2018. — № 84 (4). —P.22–6 (in Russian).

8. OECD, Guidance Document 116 on the Conduct and Design of Chronic Toxicity and Carcinogenicity Studies, Supporting Test Guidelines 451, 452 and 453. Series on Testing and Assessment. Paris: OECD, 2012. — 156 p.

9. Kiyasov A.P. Ovalnye kletki predpolagaemye stvolovye kletki pecheni ili hepatoblasty?/ A.P. Kiyasov, A.A. Humerova, M.A.Titova // Geny & kletki. — 2006. — №1(2). — P.55–58.

10. Lowry D.M. Mechanism of Metolachlor action due to alterations in cell cycle progression / D.M. Lowry, D. Greiner, M. Fretheim [et al.] // Cell Biol Toxicol. — 2013 Aug. —№29(4). — P.283–91. Doi: 10.1007/s10565-013-9256-z.

11. Hartnett S. Cellular effects of Metolachlor exposure on human liver (HepG2) cells / S Hartnett, S Musah, KR Dhanwada // Chemosphere. — 2013. — № 90(3). — P.1258–66.

12. Dalton S.R. The herbicide metolachlor induces liver cytochrome P450s 2B1/2 and 3A1/2, but not thyroxine-uridine dinucleotide phosphate glucuronosyltransferase and associated thyroid gland activity / S.R. Dalton, R.T. Miller, S.A. Meyer// International Journal of Toxicology. — 2003. —№ 22(4). — P.287–95

13. Dierickx PJ. Glutathione-dependent cytotoxicity of the chloroacetanilide herbicides alachlor, metolachlor, and propachlor in rat and human hepatoma-derived cultured cells// Cell Biol Toxicol. — 1999. — № 15(5). — P.325–32.

14. Lake B.G. Human relevance of rodent liver tumour formation by constitutive androstane receptor (CAR) activators // Toxicol Res (Camb). — 2018. — № 7(4). — P.697–717.

15. US EPA S-Metolachlor; Pesticide Tolerances Rule on 03/11/2019. — 40 CFR 180, 84 FR 8611. — P.8611–8617.

 

REFERENCES

1. US EPA S-Metolachlor; Pesticide Tolerances. Federal Register. — V.79, № 60 (Friday, March 28, 2014). — Rules and Regulations. — P. 17436–17441.

2. Thorpe N. Herbicides and nitrates in groundwater of Maryland and childhood cancers: a geographic information systems approach. / N. Thorpe, A. Shirmohammadi //J Environ Sci Health . — 2005. — №23. — P.261–78.

3. Silver S.R. Cancer incidence and Metolachlor use in the Agricultural Health Study: An update / S.R. Silver, S.J. Bertke, C.J. Hines [ et al.] // Int. J. Cancer. — 2015. — V. 137. — №11. — P. 2630–2643.

4. Nikoloff N. Comparative study of cytotoxic and genotoxic effects induced by herbicide S-metolachlor and its commercial formulation Twin Pack Gold(R) in human hepatoma (HepG2) cells/ N. Nikoloff, L. Escobar, S. Soloneski, ML. Larramendy // Food Chem Toxicol. — 2013. —№62. — P.777–81.

5. Bahliy Ye.A., Nedopytans'ka N.M., Lisovs'ka V.S., Reshavs'ka O.V., Tkachenko L.V. Inductiya S-metolachlorom peredpuhlinnoho stanu v pechincy shchuriv initsiyovanih do cantserogenezu nitrozodymetylaminom // Visnik problem biologii i meditsini. —2019. — № 2,1 (150). —P. 270–75.

6. Ito N. Medium-term bioassays for carcinogens / N.Ito, T.Shirai, R.Hasegawa // Mechanisms of Carcinogenesis in Risk Identification. Lyon: — IARC Scientific Publication. —1992. — № 116. — P. 353–388.

7. Nedopytanskaya N.N. Modifitsiruyshiy effekt triadimefona na razvitie predopuholevih sostoyanii i opuholey v multiorgannom cantserogeneze u kris / N.N. Nedopytanskaya, Ye.A. Bahley, V.S. Lisovskaya [et al.] // Ukrainskyi zhurnal suchasnukh problem toksykolohii. — 2018. — № 84 (4). —P.22–6 (in Russian).

8. OECD, Guidance Document 116 on the Conduct and Design of Chronic Toxicity and Carcinogenicity Studies, Supporting Test Guidelines 451, 452 and 453. Series on Testing and Assessment. Paris: OECD, 2012. — 156 p.

9. Kiyasov A.P. Ovalnye kletki predpolagaemye stvolovye kletki pecheni ili hepatoblasty?/ A.P. Kiyasov, A.A. Humerova, M.A.Titova // Geny & kletki. — 2006. — №1(2). — P.55–58.

10. Lowry D.M. Mechanism of Metolachlor action due to alterations in cell cycle progression / D.M. Lowry, D. Greiner, M. Fretheim [et al.] // Cell Biol Toxicol. — 2013 Aug. —№29(4). — P.283–91. Doi: 10.1007/s10565-013-9256-z.

11. Hartnett S. Cellular effects of Metolachlor exposure on human liver (HepG2) cells / S Hartnett, S Musah, KR Dhanwada // Chemosphere. — 2013. — № 90(3). — P.1258–66.

12. Dalton S.R. The herbicide metolachlor induces liver cytochrome P450s 2B1/2 and 3A1/2, but not thyroxine-uridine dinucleotide phosphate glucuronosyltransferase and associated thyroid gland activity / S.R. Dalton, R.T. Miller, S.A. Meyer// International Journal of Toxicology. — 2003. —№ 22(4). — P.287–95

13. Dierickx PJ. Glutathione-dependent cytotoxicity of the chloroacetanilide herbicides alachlor, metolachlor, and propachlor in rat and human hepatoma-derived cultured cells// Cell Biol Toxicol. — 1999. — № 15(5). — P.325–32.

14. Lake B.G. Human relevance of rodent liver tumour formation by constitutive androstane receptor (CAR) activators // Toxicol Res (Camb). — 2018. — № 7(4). — P.697–717.

15. US EPA S-Metolachlor; Pesticide Tolerances Rule on 03/11/2019. — 40 CFR 180, 84 FR 8611. — P.8611–8617.

 

Надійшла до редакції 11.06.2019 р.